1. Introducción
Los nematodos fitoparásitos son organismos que amenazan la producción de cultivos agrícolas (Torto et al., 2018). Los nematodos como los del género Meloidogyne, son parásitos obligados que se encuentran entre los más destructivos del mundo (Tapia-Vázquez et al., 2022), tanto en climas tropicales como templados (Elling, 2013), causando pérdidas anuales calculadas en más de $100 mil millones de dólares (Mukhtar et al., 2014). Para reducir las poblaciones de nematodos fitoparásitos se usan un sinnúmero de productos sintéticos (Forghani & Hajihassani, 2020; Khan et al., 2023; Silva et al., 2022), que conlleva a la degradación del ambiente, lixiviación de nutrientes y pérdida de la biodiversidad (Tsiafouli et al., 2015), con efectos nocivos en la salud humana (Rani et al., 2021). Estos factores han propiciado la búsqueda de alternativas ecológicas.
Los hongos que parasitan nematodos son un grupo de organismos que dependen de hifas modificadas y especializadas para emboscar a sus presas (Su et al., 2017). Los hongos asexuales poseen la capacidad de capturar y digerir nematodos mediante mecanismos i.e. producción de trampas especializadas, parasitismo, endoparásitismo, producción de toxinas y de dispositivos especiales (Soares et al., 2018; Vera-Morales et al., 2022). Las hifas modificadas y especializadas están provistas de paredes más gruesas que las hifas vegetativas típicas (Liu et al., 2022), y poseen diferentes formas en las que se incluyen anillos de constricción y cinco tipos de trampas adhesivas (redes adhesivas, perillas adhesivas, ramas adhesivas, anillos no constrictivos y anillos de constricción) que se adhieren, penetran, matan y digieren los nutrientes de los nematodos (Al-Hakeem et al., 2022; Karakaş, 2020).
En la naturaleza, los hongos están ampliamente distribuidos en la mayoría de los ecosistemas, incluso en ambiente extremos (Magan, 2007). En el caso de muchos hongos filamentosos, pueden adaptarse a condiciones ambientales y cambiar sus requerimientos nutricionales, pasando de un estilo de vida saprobio a predador (Vidal-Diez de Ulzurrun & Hsueh, 2018). Se han reportado aproximadamente 700 especies de hongos que pueden atrapar y devorar nematodos vivos (huevos, juveniles y adultos) (Jiang et al., 2017), pertenecientes a la mayoría de los taxones fúngicos (Moosavi & Zare, 2012), especialmente de la familia Orbiliaceae, Ascomycota (Yu et al., 2014).
Los hongos cumplen una importante función en el flujo de la materia y energía (Vera-Morales et al., 2022), por que influyen en las interacciones sinérgica, antagonista y aditiva de los microorganismos del suelo (Siddiqui & Aziz, 2024). Los hongos que atrapan nematodos son altamente sofisticados (Vera-Morales et al., 2023), por lo que su utilización en la producción vegetal, podría ser opción viable para el control biológico de nematodos. Introducir hongos que controlan nematodos, es una propuesta inocua con el ambiente (Saha & Khan, 2016). Sin embargo, la producción a gran escala es uno de los principales desafíos para su utilización comercial (Quevedo et al., 2021). Las condiciones para el crecimiento, esporulación y formación de estructuras de captura de hongos asexuales no son las mismas, pues existen medios de cultivos más favorables que otros (da Silva et al., 2013), así como diferentes tipos de substratos (Kumar et al., 2015).
El biocontrol es una alternativa en el manejo integrado de plagas, que conduce hacia el desarrollo de estrategias innovadoras en el sector agrícola (Wang et al., 2023). Sin embargo, la falta de disponibilidad de nematicidas biológicos y el escaso estudio de cepas nativas incrementan la necesidad de la búsqueda de potenciales hongos antagónicos (Hussain et al., 2020; Nagaraj et al., 2024). Por tanto, el objetivo principal del estudio fue evaluar y comparar la dinámica de crecimiento, esporulación y actividad de captura de varias cepas de hongos asexuales aislados de cuatro localidades del Ecuador contra nematodos juveniles de Meloidogyne sp., en condiciones in vitro.
2. Metodología
Aislamiento y caracterización molecular de las cepas fúngicas y del nematodo formador de agallas
Se realizaron cuatro muestreos entre los años 2017 y 2019. Las cepas fúngicas fueron aisladas a partir de nematodos infectados y material vegetal en descomposición, recolectados en cuatro localidades del Ecuador (Tabla 1). Las muestras colectadas se colocaron en bolsas plásticas y se transportaron al laboratorio donde se mantuvieron en cámaras húmedas (Castañeda-Ruiz et al., 2016).
CAF | Substrato | Localidad / Provincia | Latitud | Longitud |
---|---|---|---|---|
C19-1 | Nematodos | Naranjal, Guayas | 2˚48´47´´S | 79˚40´46´´O |
C19-1-1 | Nematodos | Naranjal, Guayas | 2˚48´47´´S | 79˚40´46´´O |
C19-3 | Nematodos | Naranjal, Guayas | 2˚48´47´´S | 79˚40´46´´O |
C19-4 | Materia orgánica | La Aurora, Azuay | 2°34´42´´S | 79°21´29´´O |
C19-6 | Hojas descompuestas | La Aurora, Azuay | 2°34´42´´S | 79°21´29´´O |
C19-10 | Nematodos | Rio Palenque, Los Ríos | 0°35´16´´S | 79°21´58´´O |
C19-45 | Hojas descompuestas | Rio Palenque, Los Ríos | 0°35´16´´S | 79°21´58´´O |
C19-48 | Nematodos | Rio Palenque, Los Ríos | 0°35´16´´S | 79°21´58´´O |
C19-54-1 | Hojas descompuestas | Rio Palenque, Los Ríos | 0°35´16´´S | 79°21´58´´O |
C19-54-3 | Hojas descompuestas | Rio Palenque, Los Ríos | 0°35´16´´S | 79°21´58´´O |
C-2197 | Nematodos | Santa Rosa, El Oro | 3°30´34´´S | 79°57´28´´O |
CAF: Codigo de aislamiento fúngico.
Se prepararon cultivos monoconidiales de los aislados y se identificaron con claves de identificación taxonómica (Barron, 1977; Cooke & Godfrey, 1964; Drechsler, 1937; Matsushima, 1971, 1975; Rubner, 1996; Zhang & Hyde, 2014). Los aislamientos se sembraron en medio de cultivo agar harina maíz (CMA) el cual es escaso en nutrientes y potencia la producción de conidios (Duddington, 1955; J. Li et al., 2014).
Las cepas se conservaron en la colección de cultivos puros de microorganismos del Centro de Investigaciones Biotecnológicas del Ecuador (CIBE) de la Escuela Superior Politécnica del Litoral (ESPOL). El ADN fúngico fue extraído empleando el protocolo para amplificación por PCR (Cenis, 1992). La PCR se realizó con los cebadores ITS1 (5′TCC GTA GGT GAA CCT GCG G 3′) e ITS4 (5′TCC TCC GCT TAT TGA TAT GC 3′) (White et al., 1990), empleando el termociclador Aeris™ (ESCO). La longitud, calidad y cantidad de los productos de PCR se confirmaron mediante electroforesis en gel (1% p/v). La identificación y verificación de especies de los aislamientos recolectados se realizó mediante búsqueda de similitud de secuencias en la base de datos de BLAST del GenBank (Altschul et al., 1997). Se empleó el modelo de GTR+G usando el software Geneious 10.2.6 para alineamientos y construcción del árbol filogenético y MEGA-X para edición del árbol.
Para realizar los ensayos in vitro, se mantuvieron a las cepas preservadas en tubos de 2 mL con PDB + Glicerol (Ritchie, 2001), y la reactivación en agar harina de maíz - CMA 1:1, 2% agar, pH 6.3 - 6.4, se colocó en placas de Petri de 9 cm. de diámetro, incubado a temperatura de 27 ±1 ºC, durante siete días.
En todas las pruebas se utilizaron nematodos juveniles de Meloidogyne de la segunda etapa provenientes de un cultivo de tomate (Solanum lycopersicum L.). Se inocularon plántulas de tomate con una sola masa de huevos del nematodo para obtener una sola población con la cual se procedió a desarrollar los experimentos. Esta población de nematodos (codificada como 4N) se mantiene actualmente en plantas de tomate en el invernadero del CIBE-ESPOL. Después de entre 10 y 12 semanas haber inoculado las plantas, sus raíces infectadas fueron colectadas y transportadas para la extracción manual de la masa de huevos, lavando los tejidos cinco veces con agua destilada estéril conteniendo sulfato de estreptomicina (50 ppm). La masa de huevos se colocó en placas de Petri con agar agua más antibióticos y se mantuvieron a 28 ±1°C para que eclosionen. Después de 48 fueron recolectados juveniles de nematodos en segunda etapa (Barker et al., 1986).
Para la extracción del ADN del nematodo se colocó un solo nematodo juvenil J2 en un tubo Eppendorf de 0,2 mL que contenía 50 μL de una solución Buffer (50 mM KC1; 10 mM tris pH 8,2; 2,5 mM MgCl2; 60 μl/mL de proteinasa K; 0,45% NP40; 0,45% Tween 20; 0,01% gelatina) (Castagnone-Sereno et al., 1995). El ADNr 18S se amplificó utilizando dos conjuntos de cebadores: 1A (5´-GGCGATCGAAAAGATTAAGCC-3´) y 3B (5´-GGCGATCGATTGGCAAATGCTTTCGC-3´) (Tigano et al., 2005). El programa utilizado para la amplificación del ADNr 18S se diseñó en un termociclador Aeris™ (ESCO) con los siguientes ciclos: 1 ciclo a 94 °C durante 7 min., seguido de 35 ciclos a 94 °C por 1 min, 50 °C por 1 min, y 72 °C por 1 min. Al final se dejó a 72 °C por 10 min.
Crecimiento radial y esporulación de los aislamientos
Los medios de cultivo en placas con agar se prepararon con extractos de zanahoria y harina de maíz (20 g agar, 40 g zanahoria, 30 g harina de maíz, 1000 mL H2O); jugo V8 (20 g agar, 200 mL jugo V8, 800 mL H2O); harina de maíz (20 g agar, 30 g harina de maíz, 1000 mL H2O) y de avena (20 g agar, 40 g avena, 1000 mL H2O). Se usó un control compuesto únicamente de agar agua (20 g agar, 1000 mL H2O). Todos los medios de cultivo se ajustaron a un pH 6,3 - 6,4.
Se emplearon cinco réplicas de placas de Petri (9 cm Ø) conteniendo 10 mL de medio de cultivo. Se sembraron con un disco de aproximadamente 6 mm de diámetro que se tomaron del borde de una colonia en crecimiento activo y se incubaron a 27±1 °C. Una vez que los hongos crecieron, el plato de Petri se marcó en el borde del avance del crecimiento de la colonia cada 24 horas durante 8 días después de la inoculación. Se registró la cantidad de conidios siguiendo el procedimiento de colocar 5 mL de agua estéril en cada placa de Petri. Posteriormente, se desprendió el micelio, el cual fue recolectado en tubos con el fin de contar el número de conidios por mililitro de agua utilizando la cámara de Neubauer.
Producción de conidios en dos tipos de substratos
Para evaluar la producción de conidios de los aislamientos, se utilizaron dos tipos de substratos: cascarilla de arroz y maíz triturado. Los substratos se colocaron en frascos de vidrio de 200 mL humedecidos con agua destilada, los cuales fueron taponados con algodón y esterilizados dos veces a 121 °C durante 30 minutos, con un reposo de 48 horas. Con un asa bacteriológica estéril se colocó en el centro de cada matraz un disco de 8 mm de diámetro de cada cultivo. Finalmente, los frascos de vidrio se inocularon a 28 °C y se realizaron cuatro conteos a los 7, 10, 13 y 16 días de inoculación, empleando la cámara de Neubauer para calcular el número de conidios/mL H2O. Los tratamientos fueron: T1 - 10 g de cascarilla de arroz + 20 mL de agua y T2 - 10 g maíz triturado + 20 mL de agua.
Porcentaje de atracción y captura de Meloidogyne sp., por cepas fúngicas
Las cepas empleadas en el experimento se cultivaron en placas de Petri (diámetro de 9 cm) utilizando un medio de agar-harina de maíz para preservar su capacidad depredadora, según la metodología propuesta por Duddington (1955). En cuanto a los ensayos de atracción, se utilizó una proporción de 1:10 de agar-harina de maíz. La base de la caja se dividió en cuatro secciones iguales, y en cada una de ellas se dispuso un disco de 6 mm de diámetro, situado a 1 cm del borde de la placa, siguiendo el protocolo descrito por Hussain et al. (2018).
En los cuadrantes I y III, se dispusieron discos con el aislamiento, mientras que en los cuadrantes II y IV se colocaron discos de agar con harina de maíz diluida en agua en una proporción de 1:10, sin presencia del hongo (control). La incubación se llevó a cabo durante 24 horas a 28 °C para permitir el crecimiento del hongo. Posteriormente, se aplicó una gota de agua, previamente ajustada con 50 juveniles de nematodos, la cual se dejó secar durante 1 hora. Finalmente, se procedió a incubar por 24 horas antes de realizar la observación (ver Figura 1).
El índice de atracción se calculó mediante la fórmula propuesta por Hsueh et al. (2017):
donde # (I, II, III y IV) corresponde al número de nematodos que se encuentran en cada uno de los cuadrantes a las 72 horas. Así mismo, el número de nematodos capturados fue evaluado para cada aislamiento. Los experimentos se realizaron con 5 repeticiones.
Diseño experimental y análisis estadístico
Se utilizó un Diseño Completamente al Azar (DCA). Los datos correspondientes a la evaluación de la esporulación de los hongos en medios y substratos se estandarizaron mediante transformación logarítmica Log (x+1) antes de realizar el análisis estadístico para cumplir con los criterios del análisis de varianza (ANOVA). Después de verificar los supuestos estadísticos y que en el análisis de ANOVA se mostraran diferencias significativas se empleó la prueba de comparación de Tukey (p < 0,05). Para el análisis de datos se procedió a emplear el paquete estadístico InfoStat versión 2020 para Windows.
3. Resultados y discusión
Identificación molecular de cepas fúngicas
Una vez obtenida las secuencias de las cepas se construyó el árbol filogénico (Figura 2). Las similitudes con BLAST mostraron que las secuencias de ITS de todas las cepas son semejantes con referencia al GenBank (Tabla 2). De los 11 aislamientos fúngicos, nueve corresponden al género Arthrobotrys, uno a Dactylaria y otro a Dactylellina. Estos resultados son semejantes a una investigación previa llevado a cabo por Rubner (1994), quien evidenció que entre la diversidad fúngica de especies halladas en diferentes regiones climáticas en Ecuador (Costa, Sierra y Oriente), los hongos más comunes pertenecían al género Arthrobotrys. Según el autor, de las nueve especies de hongos asexuales controladores de nematodos identificados, cinco pertenecían al género Arthrobotrys y cuatro a Monacrosporium. Sin embargo, en Ecuador, la biodiversidad fúngica es poco conocida debido a su extrema riqueza y complejidad (Delgado et al., 2021). Es importante comprender la diversidad fúngica para incluirlos en los planes de manejo integrado de plagas agrícolas (Elshafie et al., 2006), así como para la biorremediación, la industria química y alimentaria (Delgado et al., 2021).
CAF | Especie | Número de acceso de GenBank | Número de nucleótidos | Máxima similitud (%) |
---|---|---|---|---|
C19-1 | Arthrobotrys sp. | OR015865 | 624 | 97,35% |
C19-1-1 | Arthrobotrys sp. | OR015866 | 624 | 97,35% |
C19-3 | Dactylaria sp. | OR015867 | 587 | 85,24% |
C19-4 | Arthrobotrys sp. | OR015868 | 631 | 98,42% |
C19-6 | Arthrobotrys sp. | OR015869 | 630 | 96,95% |
C19-10 | Arthrobotrys sp. | OR015870 | 186 | 97,36% |
C19-45 | Arthrobotrys sp. | OR015871 | 529 | 96,95% |
C19-48 | Dactylellina sp. | OR015872 | 602 | 88,31% |
C19-54-1 | Arthrobotrys sp. | OR015873 | 388 | 97,12% |
C19-54-3 | Arthrobotrys sp. | OR015874 | 235 | 97,25% |
C-2197 | Arthrobotrys sp. | OR237879 | 656 | 98% |
CAF: Codigo de aislamiento fúngico.
Como resultado de la amplificación mediante PCR del gen 18S del ADN ribosomal utilizando los ceba dores de nematodos 1A y 3B, se obtuvo amplicones específicos para el nematodo Meloidogyne sp. (Figura 3). Según resultados de investigaciones previas mencionaron que los nematodos formadores de agallas reportadas en Ecuador hasta la fecha fueron cinco especies pertenecientes a los nematodos género Meloidogyne las mismas que corresponden a M. incognita, M. arenaria, M. graminicola, M. hapla y M. javanica, siendo M. incognita la más frecuente en los cultivos agrícolas (Calderón et al., 2022; Chávez-Arteaga et al., 2022).
Crecimiento radial y esporulación de cepas fúngicas en medios de cultivos
Los resultados de la evaluación del crecimiento de las cepas fúngicas en los medios de cultivo evaluados demostraron diferencias entre los tratamientos. Entre los medios de cultivos, el agar extracto de avena y el agar extracto de harina de maíz fueron los que presentaron los mayores promedios de crecimiento radial con 26,4 mm y 25,9 mm, respectivamente, frente al agar agua y jugo v8 con 23,8 mm y 22,2 mm, respectivamente. Mientras que las cepas que presentaron resultados mayores a 26 mm de crecimiento radial durante los siete días fueron C19-45 (28 mm), C19-54-3 (27,1 mm), C-2197 (26,6 mm), C19-10 (26,5 mm) y C19-54-1 (26,2 mm) (Figura 4).
Las cepas de los hongos asexuales en el presente estudio desarrollaron velocidades diversas de crecimiento. Se ha reportado que el medio de cultivo agar harina de maíz y agar avena proporcionan un buen crecimiento micelial en las cepas de hongos asexuales (Martins et al., 2009; Wang et al., 2017), mientras que el medio agar agua permite que hongos se desarrollen lentamente por ser un medio escaso en nutrientes (Orozco et al., 2015).
En cuanto a los resultados de la evaluación de la esporulación de las cepas de hongos asexuales, presentaron diferencias siendo el medio de agar extracto de avena con un promedio mayor de esporulación de 2,59 x 106 conidios/mL, seguido del agar jugo v8 y agar extracto de zanahoria y harina de maíz con 2,0 x 106 y 1,9 x 106 conidios/mL, respectivamente. El medio de agar agua fue el que demostró menor cantidad de conidios (2,45 x 105 conidios/mL) (Figura 5).
El agar extracto de avena y el agar extracto de harina de maíz fueron los que presentaron los mayores promedios de crecimiento radial y la mayor esporulación correspondió a agar extracto de avena frente al agar agua como control. El resultado de la esporulación de una cepa de hongo asexual que atrapa nematodos ha sido reportado previamente, donde demostraron que los medios naturales y seminaturales son eficaces para la esporulación de los hongos, pudiendo alcanzar cantidades de 1 x 106 conidios/mL en condiciones controladas (Quevedo et al., 2021). La media de la esporulación en el presente estudio varió entre 2,45 x 105 en el medio de agar agua hasta 2,59 x 106 en el medio agar avena. Estos valores se encuentran dentro del rango correspondiente a una investigación previa donde los hongos producían en diferentes medios de cultivos 1,4 x 104 y 1,01 x 106 conidios/placa de Petri (Martins et al., 2009). En el agar agua los hongos asexuales producen muy poca cantidad de conidios por ser un medio extremadamente pobre en nutrientes (Orozco et al., 2015).
Producción de conidios en dos tipos de substratos
Los resultados de la esporulación de las cepas en los substratos de maíz molido y en cascarilla de arroz en los días 7, 10, 13 y 16 mostraron diferencias entre ambos substratos (Tabla 3). El substrato de maíz molido favoreció la esporulación de las cepas fúngicas con un promedio de 3,01 x 107 conidios/mL, mientras que la cascarilla de arroz resulto con un promedio de 2,86 x 106 conidios/mL. De entre los días evaluados, en el caso del substrato de maíz molido la mayor esporulación se presentó en el día 16 con 3,64 x 107 conidios/mL, con relación al día 7 donde la esporulación fue menor con 2,40 x 107 conidios/mL.
En este estudio se probaron como substratos el maíz molido y la cascarilla de arroz, para observar el crecimiento y esporulación (Figura 6). Según un estudio reporta que las condiciones nutricionales son importantes tanto para la formación de hifas modificadas y especializadas, así como para el cambio de estilo de vida de saprobio a predador, por lo que esta característica les permite colonizar diferentes tipos de fuentes de carbono (Orozco et al., 2015), así como numerosos entornos con materia orgánica en descomposición (Swe et al., 2009).
En otra investigación del maíz junto con otros granos como guisantes y ce bada demostraron buena respuesta de crecimiento y esporulación (Kumar et al., 2015). Además, nos permiten conocer la importancia de los métodos de producción masiva de cepas fúngicas benéficas empleadas en la agricultura (Flores et al., 2021). A pesar de que en el presente estudio la cascarilla de arroz no permitió buena esporulación de los hon gos asexuales, otra investigación muestra que este substrato ha sido empleado con éxito después de 60 días de colonización para la especie del hongo endoparásito Purpureocillium lilacinum llegando a producir 7×107 conidios/g (Shirazi et al., 2019).
Días | Día 7 | Día 10 | Día 13 | Dia 16 | ||||
Substratos / Cepas | Maíz molido | Cascarilla de arroz | Maíz molido | Cascarilla de arroz | Maíz molido | Cascarilla de arroz | Maíz molido | Cascarilla de arroz |
C19-1 | 6,0x106(a)* | 5,0x105(b) | 4,2x106(a) | 5,0x105(b) | 2,1x106(a) | 7,5x105(b) | 1,1x106(a) | 8,0x105(a) |
C19-1-1 | 6,0x106(a) | 3,5x105(b) | 5,9x106(a) | 8,5x105(b) | 3,3x106(a) | 6,0x105(b) | 3,1x106(a) | 4,0x105(b) |
C19-3 | 8,0x105(a) | 6,0x105(a) | 8,5x105(a) | 1,2x106(a) | 9,5x105(a) | 5,5x105(a) | 5,0x105(a) | 2,5x105(a) |
C19-4 | 4,8x106(a) | 1,0x106(b) | 2,6x106(a) | 7,5x105(b) | 1,1x106(a) | 6,0x105(a) | 2,3x106(a) | 7,0x105(b) |
C19-6 | 1,3x107(a) | 9,0x105(b) | 2,2x107(a) | 1,0x106(b) | 2,6x107(a) | 1,5x106(b) | 1,6x107(a) | 2,5x105(b) |
C19-10 | 2,9x106(a) | 8,5x105(b) | 3,7x106(a) | 5,0x105(b) | 2,3x106(a) | 4,0x105(b) | 1,9x106(a) | 7,0x105(b) |
C19-45 | 1,4x107(a) | 1,1x106(b) | 1,5x107(a) | 1,8x106(b) | 3,0x107(a) | 1,7x106(b) | 6,8x106(a) | 1,9x106(b) |
C19-48 | 1,9x108(a) | 3,4x107(b) | 2,8x108(a) | 1,5x107(b) | 2,1x108(a) | 1,9x107(b) | 3,6x107(a) | 1,4x107(b) |
C19-54-1 | 1,1x106(a) | 3,5x105(b) | 1,2x106(a) | 4,0x105(b) | 8,0x105(a) | 4,5x105(b) | 5,5x105(a) | 3,5x105(a) |
C19-54-3 | 8,0x105(a) | 3,5x105(b) | 7,0x105(a) | 3,5x105(b) | 8,5x105(a) | 3,0x105(b) | 4,5x105(a) | 4,5x105(a) |
C-2197 | 2,9x107(a) | 3,6x106(b) | 2,8x107(a) | 4,0x106(b) | 1,1x107(a) | 5,6x106(b) | 6,4x106(b) | 1,1x107(a) |
* Letras diferentes entre las columnas de maíz molido y cascarilla de arroz durante los días 7, 10, 13 y 16 indican diferencias significativas según la prueba de Tukey (p < 0.05).
Porcentaje de atracción y captura de Meloidogyne sp. por cepas fúngicas
El porcentaje de atracción y captura presentaron diferencias entre las especies de hongos asexuales evaluadas y los controles. En general los hongos lograron un promedio de 61,13% de actividad predadora frente al 36,7% de los controles (Figura 7). Existen resultados que han demostrado a cepas fúngicas del género Arthrobotrys capaz de causar una tasa de mortalidad significativamente diferente a los controles, por encima del 25% (Nicola et al., 2014). Otros hongos asexuales como Purpureocillium lilacinum y Arthrobotrys oligosporus pueden causar una tasa de mortalidad por encima del 70% (Tazi et al., 2021).
Las cepas que mayor actividad de atracción tuvieron frente a Meloidogyne sp., fueron las cepas de Arthrobotrys sp. C19-1-1 con el 73,6% y Dactylellina sp. C19-48 con el 77,6%. Se ha reportado que A. oligosporus es capaz de depredar y suprimir a juveniles de M. incognita en un 74% frente al 36% tratamiento control (Soliman et al., 2021). Sin embargo, la capacidad de producir sustancias con efectos nocivos para los nematodos depende de cada especie e incluso de cada aislado de hongo asexual (de Hollanda et al., 2016).
En este estudio se ha demostrado la eficiencia de los hongos asexuales en la producción de hifas modificadas y especializadas para atrapar nematodos. Estos organismos pueden detectar a sus presas y después formar sus estructuras de captura (Yang et al., 2020). Este comportamiento de la morfogénesis de las estructuras de captura se puede observar en condiciones de escasez de nutrientes y en presencia de los nematodos (Wang et al., 2019). Adicional, se han documentado la capacidad que tienen los hongos asexuales en producir compuestos orgánicos volátiles para imitar señales alimenticias y sexuales, lo que mantiene a los nematodos cerca durante el proceso de infección (Kassam et al., 2021).
Como resultado de la evaluación de la actividad predadora de hongos asexuales, se cultivaron en medios de cultivos empobrecidos de nutrientes, lo que mostró una gran cantidad de formación estructuras de captura. Estos resultados concuerdan con estudios donde los hongos asexuales cultivados en medio de agar harina de maíz tienden a producir más hifas modificadas y especializadas (Saxena et al., 1987) y a emplear compuestos orgánicos volátiles para potenciar la captura hacia los nematodos (Lin & Hsueh, 2021), haciendo que las hifas modificadas se forman principalmente alrededor de los nematodos capturados (Dávila & Hío, 2005).
4. Conclusiones
Es posible concluir que la capacidad de detectar nematodos entre los aislamientos de hongos asexuales puede variar enormemente, pues existen cepas de la misma especie más sensibles que otras. Con el presente estudio, se ha ampliado la comprensión sobre las especies de hongos asexuales en las diferentes localidades del Ecuador, y su influencia en el control in vitro de nematodos formadores de agallas. Las cepas C19-45 y C19-54-3 de hongos asexuales, evaluadas en este estudio, destacan por su potencial como agentes de biocontrol de nematodos. Esto se evidencia en su respuesta de crecimiento en los diversos medios de cultivo analizados. En contraste, las cepas C19-48 y C-2197 demostraron un marcado aumento en la esporulación cuando se cultivaron en medios con agar. En cuanto al substrato utilizado, se observó que el maíz molido, tras 16 días, favoreció una mayor esporulación de las cepas en comparación con la cascarilla de arroz. Dentro de este contexto, la cepa C19-48 se destacó al presentar la mayor cantidad de conidios por mililitro. La cepa C19-1-1 exhibió la máxima actividad de captura. Este hallazgo resalta la importancia de considerar no solo la esporulación sino también la capacidad de captura al evaluar el potencial de agentes de biocontrol. El desarrollo de estrategias de producción es un paso altamente significativo para obtener un producto eficiente en el manejo de nematodos en el suelo.