En las semanas previas se hizo un rastreo de señales como huellas, letrinas, cuevas utilizadas en roquedales, además del uso de cámaras trampas, para establecer su presencia en la zona. En la segunda campaña se empleó, además, radio seguimiento. Luego, se instaló trampas jaula plegables de 42 x 15 x 20" (# 209.5) (Tomahawk Live Trap Co., USA) cebadas cada 1-2 días con carnada muerta, sin activarlas durante el pre-trampeo. Cuando el equipo veterinario ingresó a la zona, las trampas jaula fueron activadas con revisiones cada 12 horas. En la campaña de 2005, el animal cayó al día siguiente, mientras que en la campaña de 2006 cayó dos días después. En ambas ocasiones, las trampas se cubrieron con una tela para tranquilizar al animal y evitar auto-laceraciones (Uhart et al., 2005).

La evaluación médica antes de la inducción anestésica consistió en evaluar tiempo de ayuno (<8, 8-24, 24-48, >48 h) considerando el tiempo aproximado que permaneció la gata dentro la trampa jaula; actividad (calmo, activo, excitado) y actitud (deprimida, alerta, agresiva, miedo) (registro MedArks: ISIS, 12101 Johnny Cake Rd., Apple Valley, MN 55124, USA).

La gata fue inmovilizada físicamente dentro de la trampa jaula con tubos PVC formando paredes falsas y luego con una tabla de madera y mango central a modo de pared hasta tenerla contra la parte posterior de la trampa jaula.

La inmovilización química se realizó con una combinación de anestesia disociativa KH (Ketaset®, 100 mg/ml) y el sedante-relajante muscular MH (Domitor®, 20 mg/ml) (Fiorello et al., 2004a). El peso corporal se estimó en 4 kg. En el periodo de inducción anestésica, se aplicó pomada oftálmica (Puralube®) como lubricante ocular y se cubrió los ojos con tela. Además, se le aplicó oxitetraciclina (10 mg/kg por vía IM) para prevenir infecciones por depresión inmunológica por estrés de captura. Al finalizar, se administró el antagonista alfa 2 adrenérgico AH (Antisedan®, 5 mg/ml) (Fiorello et al., 2004a).

Se realizó una evaluación clínica, y se determinó la temperatura corporal, frecuencias cardiaca y respiratoria, estado físico, condición corporal (registro MedArks: ISIS, 12101 Johnny Cake Rd., Apple Valley, MN 55124, USA) (Günther et al., 1979; Marull y Uhart, 2003).

En la campaña de 2005 se obtuvo una muestra fecal fresca recogida de la jaula que fue conservada en formol al 10%, así como sangre por venipunción yugular en tubo con anticoagulante EDTA. En la campaña de 2006 se obtuvo una muestra de sangre por punción de la vena safena (Ueno y Gutierrez, 1983; Marull y Uhart, 2003).

Se prepararon frotices sanguíneos y se fijaron con metanol 100% durante 5 minutos para su posterior tinción con Wright–Giemsa (Dip Quick Stain®) y recuento diferencial (Marull y Uhart, 2003; Fiorello et al., 2004a). El hematocrito se determinó a través de la técnica de microhematocrito. El recuento general de eritrocitos y leucocitos se realizó con el sistema Unopette (Unopette®) con hemocitómetro Neubauer. Las proteínas totales se determinaron con un refractómetro expresando el resultado en g/dl (Marull y Uhart, 2003; Fiorello et al., 2004). En la interpretación de los valores hemáticos y la morfología eritrocitaria y leucocitaria, se utilizaron los criterios descritos por Kraft y Schillinger (1998) y Rebar et al. (2005). El análisis de laboratorio se realizó en campo y posteriormente en la ciudad de La Paz, Bolivia.

Para el análisis coproparasitológico se utilizó el método de flotación de Willis con solución sobresaturada de cloruro de sodio y el de sedimentación modificada de Niah (Ueno y Gutierrez, 1983), en el Laboratorio de Investigación y Diagnóstico Veterinario (LIDIVET) en la ciudad de Santa Cruz de la Sierra, Bolivia.

El examen clínico en ambas capturas mostró un buen estado general de salud y físico, sin estar en periodo de celo o preñez y con las glándulas mamarias involucionadas. En la primera campaña (2005), las constantes fisiológicas se mantuvieron estables al monitoreo (Frecuencia cardiaca: 70-60/min; Frecuencia respiratoria: 40-60/min) mientras que en la segunda campaña (2006) se observó inicialmente un incremento de la frecuencia cardiaca (124/min) y respiratoria (57/min) probablemente por el estrés de captura; pero a medida que la inducción química producía el efecto esperado los valores se fueron estabilizando.

La inducción completa desde la aplicación de la combinación KH + MH en las campañas de 2005 y 2006 fueron de 9 y 12 minutos, respectivamente. En la primera campaña se empleó una menor dosis de KH combinada con MH, de modo que se requirió dos dosis adicionales de KH para lograr una inducción completa (Cuadro 1). En la segunda campaña se aplicó una dosis mayor de KH y MH de modo que no requirió dosis de refuerzo (Cuadro 2). Esta combinación anestésica ha sido utilizada con éxito en Argentina para gatos monteses con dosis de 5.78 mg/kg de KH y 0.95 mg/kg de MH (Uhart et al., 2005); en Bolivia para ocelotes y gatos monteses con dosis de 5.8 y 5.3 mg/kg de KH, y 0.06 y 0.08 mg/kg de MH, respectivamente (Fiorello et al., 2004a) y para ocelotes con dosis de 4.5 mg/kg de KH y 0.045 mg/kg de MH (Nallar, datos no publicados).

El tiempo de anestesia hasta la aplicación del antagonista AH fue de 01:05 a 01:09 horas en los dos casos y el tiempo de recuperación desde la aplicación del antagonista AH para anular el efecto de MH fue de 30 y 23 minutos en la campaña de 2005 y 2006, respectivamente. Esto demuestra que la mayor pero única dosis de KH y MH usada durante la recaptura permitió una recuperación más rápida. Uhart et al. (2005) obtuvieron la recuperación de la anestesia en gatos monteses con AH en dosis de 0.5 mg/kg a los 30 min, mientras que Nallar (datos no publicados) observó la recuperación de ocelotes a los 10.4 min, considerando que este último requirió menor cantidad de KH y MH. Por otro lado, en Bolivia, Fiorello et al. (2004a) utilizaron dosis promedio de 0.30 mg/kg y 0.38 mg/kg para ocelotes y gatos monteses, respectivamente. En ambas campañas, el animal fue liberado de la trampa sin inconvenientes encontrando la salida por cuenta propia.

Los valores de hematocrito, recuento de eritrocitos y leucocitos (total y diferencial) (Cuadro 3) estaban dentro los rangos normales para felinos domésticos (Kraft y Schillinger, 1998). Asimismo, el hematocrito fue similar al de gatos monteses en Bolivia (Fiorello et al., 2004a) y en Argentina (Uhart et al., 2005), mientras que fueron superiores al de ocelotes y yaguarundí (Puma yaguarundi Lacépedè 1809) (Fiorello et al., 2004a). Asimismo, los valores de proteínas totales (Cuadro 3) estaban dentro los rangos normales para felinos domésticos (Kraft y Schillinger, 1998), mientras que inferiores en relación a ocelotes, gatos monteses y un yaguarundí registrados por Fiorello et al. (2004a) y gatos monteses registrados por Uhart et al. (2005).

El recuento de eritrocitos fue inferior en relación a un yaguarundí y gatos monteses registrados por Fiorello et al. (2004a) y Uhart et al. (2005), respectivamente. En ambos años se observó acantocis leve, debido al manipuleo de la muestra y por tanto no tiene significación patológica (Kraft y Schillinger, 1998; Rebar et al., 2005). Asimismo, el recuento fue inferior en relación a ocelotes, gatos monteses y un yaguarundí registrados por Fiorello et al. (2004a) y superiores a los registrados por Uhart et al. (2005) en gatos monteses. El conjunto de resultados hematológicos encontrados en ambas campañas puede ser considerado normal al encontrarse en aparente buen estado general de salud y físico.

En el análisis parasitológico se identificaron dos géneros de la clase Nematoda. El primero fue Toxascaris leonina (v. Linstow 1902) (tamaño del huevo: 83.3 x 75.0 µm) hallado en poca cantidad. Este es un nemátodo propio de felinos y caninos silvestres con distribución cosmopolita y de ciclo evolutivo directo, localizándose en el lumen del intestino delgado de estos carnívoros. El segundo fue un huevo de la Superfamilia Ancylostomatoidea (Chabaud 1965), Uncynaria sp. (Tamaño del huevo: 83.3 x 43.3 µm), que es un endoparásito de caninos y felinos silvestres y domésticos con distribución mundial y de ciclo evolutivo directo, que se localiza en el lumen del intestino delgado, donde los adultos son hematófagos (Soulsby, 1987; Masi et al., 1990; Figueiroa et al., 2001) (Fig. 2).

Se ha documentado que la capacidad migratoria y abandono de madrigueras de las especies silvestres puede estar estrechamente relacionada a los altos índices parasitarios como estrategia evasiva a los mismos (Suzan-Azpiri et al., 2000). Considerando que los escasos hallazgos de formas parasitarias podrían deberse a este comportamiento natural y al encontrarse esta ejemplar clínicamente en aparente buen estado general de salud y físico, se considera que posiblemente presentó parasitismo o simbiosis co-evolutiva con los endoparásitos registrados.

Colección Boliviana de Fauna, Reserva Nacional de Fauna Andina "Eduardo Avaroa", Alianza Gato Andino, Wildlife Conservation Network (USA), Wildlife Conservation Research Unit (UK), Field Veterinary Program de la Wildlife Conservation Society y Gordon and Betty Moore Foundation. El Servicio Nacional de Áreas Protegidas y la Dirección General de Biodiversidad y Medio Ambiente otorgaron los permisos y autorizaciones de capturas.

• Esta es la primera captura realizada para L. colocolo en Bolivia.

• El método de rastreo, armado y captura con trampas jaula resultaron exitosos para L. colocolo.

• El protocolo de inmovilización con las modificaciones efectuadas en la re-captura logró el plano anestésico deseado.

1. Beldomenico PM, Kinsella JM, Uhart MM, Gutierrez GL, Pereira J, Ferreyra H, Marull C. 2005. Helminths of geoffroy’s cat, Oncifelis geoffroyi (Carnivora, felidae) from the monte desert, central Argentina. Acta Parasitol 50(3): 263-266.

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