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Revista de Investigaciones Veterinarias del Perú

versión impresa ISSN 1609-9117

Rev. investig. vet. Perú vol.31 no.1 Lima ene. 2020  Epub 31-Mar-2020

http://dx.doi.org/10.15381.v31i1.17542 

Artículos primarios

Caracterización genética y patrones de resistencia antimicrobiana en cepas de Salmonella enterica subsp. enterica serovar Typhimurium en cuyes de crianza intensiva

Genetic characterization and antimicrobial resistance patterns of Salmonella enterica subsp. enterica serovar Typhimurium in guinea pigs under intensive breeding

Meylin Huamán1  5  6 

Crhistian Pérez2  5  6 

Jorge Rodríguez2  4 

Marjorie Killerby3 

Stephane Lovón4 

Lilia Chauca1 

1Instituto Nacional de Innovación Agraria (INIA), Lima, Perú

2Laboratorios de Investigación y Desarrollo (LID), Facultad de Ciencias y Filosofía, Universidad Peruana Cayetano Heredia, Lima, Perú

3Programa Nacional de Innovación Agraria (PNIA), Lima, Perú

4 Laboratorio de Microbiología, Bioservice SRL, Lima, Perú

RESUMEN

El objetivo del estudio fue realizar la caracterización fenotípica y genética de 35 aislados de Salmonella Typhimurium provenientes de sistemas de producción de cuyes en la región Lima, Perú, con relación a la resistencia a antimicrobianos. Se determinó el perfil de 11 antibióticos (florfenicol, sulfametoxazol, doxiciclina, oxitetraciclina, amoxicilina, enrofloxacina, norfloxacina, levofloxacina, ciprofloxacina, colistina y fosfomicina), genotipificación por técnicas de ERIC-PCR y perfil de genes de resistencia a quinolonas (qnrB, qnrD, qnrR, aa6), tetraciclinas (tetA, tetB, tetC, tetD), fenicoles (cat1, cat2, cmlA, cmlB) y sulfametoxazol (sul1, sul2). Los resultados indican la presencia de multidrogo resistencia en un 80% (n=28) de las cepas, siendo la resistencia más común al antibiótico colistina (91.4%), seguido del sulfametoxazol (68.6%) y enrofloxacina (62.9%), y con una moderada resistencia a amoxicilina (20%), ciprofloxacina (20%) y norfloxacina (11.43%). Nueve de 14 genes de resistencia fueron detectados, con una mayor frecuencia de los genes tetB (71.4%), sulI (57.1%) y cat2 (48.6%). Se observó la presencia de siete perfiles genéticos diferenciados (A-G) distribuidos en dos clústeres genéticos, siendo el perfil D más frecuente (54.3%) seguido del perfil C (28.6%) de frecuencia. Los resultados sugie ren la presencia de cepas de Salmonella Typhimurium con moderada variabilidad y perfiles de multidrogo resistencia con la presencia de genes de resistencia, principalmen- te para tetraciclinas y sulfonamidas.

Palabras clave: Salmonella typhimurium; resistencia a antibióticos; genotipificación; ERIC-PCR

ABSTRACT

The aim of this study was to conduct a phenotypic and genetic characterization of 35 Salmonella Typhimurium isolates from guinea pig production systems in the Lima, Peru in relation to antimicrobial resistance. The profile of 11 antibiotics (florfenicol, sulfamethoxazole, doxycycline, oxytetracycline, amoxicillin, enrofloxacin, norfloxacin, levofloxacin, ciprofloxacin, colistin and fosfomycin), genotyping by ERIC-PCR techniques and quinolone resistance gene profile (qnrB, qnRD, qnRD, qnrD, qnrD , aa6), tetracyclines (tetA, tetB, tetC, tetD), phenols (cat1, cat2, cmlA, cmlB) and sulfamethoxazole (sul1, sul2). The results indicate the presence of multidrug resistance in 80% (n=28) of the strains, being the most common resistance to the antibiotic colistin (91.4%), followed by sulfamethoxazole (68.6%) and enrofloxacin (62.9%), and with a moderate resistance to amoxicillin (20%), ciprofloxacin (20%) and norfloxacin (11.43%). Nine of 14 resistance genes were detected, with a higher frequency of the tetB genes (71.4%), sulI (57.1%) and cat2 (48.6%). The presence of seven differentiated genetic profiles (A-G) distributed in two genetic clusters was observed, the most frequent was the D profile (54.3%) followed by the C profile (28.6%). The results suggest the presence of Salmonella Typhimurium strains with moderate variability and multidrug resistance profiles with the presence of resistance genes, mainly for tetracyclines and sulfonamides.

Key words: Salmonella typhimurium; antibiotic resistance; genotyping; ERIC-PCR

INTRODUCCIÓN

Las infecciones por Salmonella son consideradas como el principal problema sani- tario en sistemas de producción de cuyes (Ca- via porcellus), siendo el serovar Typhimurium el causante de la infección. La alta tasa de morbilidad (53%) y mortalidad (95%) (Mora- les et al., 2007), la presencia de portadores asintomáticos, los gastos de tratamiento y la posibilidad de contaminación de la carne o de sus subproductos durante el proceso de eviscerado pueden provocar grandes pérdi- das económicas al productor (Kabir, 2010).

El creciente número de reportes de ce- pas de Salmonella Typhimurium resistentes a antimicrobianos constituye un serio proble- ma epidemiológico en el control de la salmonelosis humana y animal (Kabir, 2010; Shu-Kee et al., 2015). La resistencia reportada frente a la familia de tetraciclinas en Salmonella enterica es mediada por los genes tetA, tetB, tetC, tetD, tete y tetG, que le confieren la capacidad de generar bombas de flujo, protección ribosomal e inactivación enzimática del fármaco (Faldynova et al., 2003); así mismo, es el caso de la resistencia a sulfonamidas mediada por los genes sul1, sul2 y sul3 que codifican isoformas del enzima blanco del fármaco (Antúnes et al., 2005).

El genoma de Salmonella enterica presenta una plasticidad que le permite adaptarse fácilmente a cambios en su medio ambiente gracias a un incremento en la variabilidad genética y la generación de nuevos serovares o genotipos (Sun et al., 2014). La plasticidad genética presente en cepas de Salmonella Typhimurium dificulta el desarrollo de estudios epidemiológicos, más aún considerando las limitaciones de los métodos microbiológicos y serológicos para la identificación y caracterización de las cepas circulantes (Kabir, 2010; Shu-Kee et al., 2015). No obstante, en la actualidad se cuentan con técnicas de tipificación molecular basadas en PCR como REP-PCR, ERIC-PCR (Enterobacterial Repetitive Intergenic Consensus - PCR) (Albufera et al., 2009), AFLP o basadas en secuenciamiento como el MLST (Achtman et al., 2012) que permiten detectar la variabilidad y polimorfismos genéticos presentes en Salmonella enterica (Prasertsee et al., 2016).

Una gran cantidad de estudios sobre tipificación molecular en Salmonella se han realizado en animales domésticos; sin embargo, los estudios en cuyes son insuficientes. Evaluaciones genéticas sumadas a la determinación de patrones de resistencia antimicrobiana en cepas de Salmonella Typhimurium involucradas en uno o más brotes de salmonelosis en cuyes permitiría establecer correlaciones epidemiológicas que ayuden a establecer la causa o posible origen de las infecciones, así como los mecanismos de transferencia de la resistencia antimicrobiana en esta especie, similar a lo realizado en otras especies domésticas (Shu-Kee et al., 2015). El presente estudio reporta una caracterización preliminar de perfiles fenotípicos y genéticos de resistencia a antibióticos y su relación con la variabilidad genética en cepas de Salmonella Typhimurium de cuyes.

MATERIALES Y MÉTODOS

Material Biológico

Treinta y cinco cepas provenientes de aislados clínicos de Salmonella enterica subs. enterica serovar Typhimurium (Salmonella Typhimurium) en cuyes obtenidos en 2016 (n=9) y 2018 (n=26) provenientes de la costa central de Lima, Perú, fueron utilizadas para la identificación de perfiles de resistencia antimicrobiana y caracterización genética.

Tres cepas de referencia: Salmonella enterica serovar Enteritidis (ATCC® 13076), Staphylococos aureus (ATCC® 29213), Salmonella enterica serovar Typhimurium (ATCC® 14028) fueron utilizadas como controles positivos y negativo. Las cepas de referencia fueron reactivadas siguiendo las instrucciones de uso del fabricante (Microbiologics PI.194.SPAN.LA Rev. A).

Todos los aislados clínicos y las cepas de referencia fueron transferidos a caldos enriquecidos Rappaport Vassiliadis y MullerKauffmann Tetrathionate e incubados a 37 °C por 24 horas, y finalmente sembradas en agar selectivo XLD (Xilosa Lisine Deoxycholate). Las colonias sospechosas a Salmonella sp fueron subcultivadas en agar no selectivo y posteriormente sometidas al análisis bioquímico, usando una batería de siete agares TSI (Triple Sugar Iron), LIA (Lysine iron agar), citrato de Simon´s, urea, rojo de metilo, Voges-Proskauer y SIM (sulfide, indole, motility) y confirmadas por sistema de identificación rápida API (Analytical Profile Index) 20E (BioMérieux). La interpretación de los resultados fue realizada siguiendo lo indicado por la Norma Española UNE-EN ISO 65791 (UNE, 2017).

Perfil de Resistencia Antimicrobiana

Una suspensión bacteriana en NaCl 0.8% con una turbidez de 0.5 unidades de escala de McFarland fue utilizada para evaluar la sensibilidad a siete familias de antibióticos: fenicoles (florfenicol, 30 µg), sulfonamidas (sulfametoxazol, 20 µg), tetraciclinas (doxiciclina, 30 µg; oxitetraciclina, 30 µg), penicilinas (amoxicilina, 20 µg), quinolonas (enrofloxacina, 10 µg; norfloxacina, 10 µg; levofloxacina, 5 µg; ciprofloxacina, 5 µg), polimixinas (colistina, 10 µg) y fosfonatos (fosfomicina, 200 µg) mediante el método de disco difusión en agar Mueller Hinton y una lectura de los halos de inhibición dentro de las 18 a 20 horas de incubación a 37 °C, siguiendo lo descrito por el Comité Nacional de Estándares Clínicos de Laboratorio (CLSI, 2017).

Extracción de ADN de Salmonella Typhimurium

ADN genómico y plasmídico de 35 cepas de Salmonella Typhimurium fue obtenido a partir de una colonia resuspendida en buffer fosfato salino (PBS) y extraído mediante el método de membranas de sílica utilizando el kit de extracción de ADN GF-1 Tissue DNA Extraction (Vivantis), siguiendo las indicaciones del fabricante. El ADN genómico fue almacenado a -20 °C hasta su procesamiento.

Género, Especie y Serovar

La presencia de Salmonella enterica fue confirmada en las 35 cepas mediante amplificación por PCR de un fragmento conservado del gen invA de 378 pares de bases en un volumen final de 20 µl conteniendo 1X Buffer PCR (Thermo Scientific), 2 mM dNTPs (Thermo Scientific), 2 mM MgCl (Thermo Scientific), 5 pmol de cada cebador (Macrogen), S139: 5´ GTGAAATTATCGCCACGTTCGGGCAA 3´ y S141: 5´TCAT-CGCACCGTCAAA-GGAACC 3´ (Rahn et al., 1992; Zahraei, 2005), 0.5 U de Hot Start Taq DNA polimerasa recombinante (Thermo Scientific) y 5 ng de ADN. Las condiciones termales fueron las siguientes: denaturación inicial de 95 °C por 4 min, 30 ciclos (94 °C por 30 s, 64 °C por 30 s, 72 °C por 30 s), extensión final de 72 °C por 7 min. La amplificación se llevó a cabo en un termociclador Veriti Thermal Cycler (Life Technologies). Los productos de PCR fueron separados mediante electroforesis en gel de agarosa al 1% en buffer TBE 1X (Tris 0.89 M, Borato 0.02M, EDTA 0.89 M, pH 8.3) durante 45 min a 100 v. y visualizados bajo luz UV.

Adicionalmente, la presencia de Salmonella enterica fue confirmada mediante amplificación por PCR de un fragmento de 1464 pares de bases del gen 16S rDNA (Miller et al., 2013) y su posterior secuenciamiento por ambas hebras utilizando BigDye Terminator v. 3.1 Cycle Sequencing Kit (Thermo Scientific) en el analizador genético ABI 3137 XL (Life Technologies). El servicio de secuenciamiento fue proveído por la empresa Macrogen Inc.

La presencia de Salmonella Typhimurium fue determinada mediante la amplificación de un fragmento de 559 bp del gen fliC por PCR en un volumen final de 20 µl conteniendo 1X Buffer PCR (Thermo Scientific), 2 mM dNTPs (Thermo Scientific), 1.5 mM MgCl (Thermo Scientific), 5 pmol de cada cebador (Macrogen), Fli15: 5´ GTGAAATTATCGCCACGTTCGGGCAA 3´ y Tym: 5´TCATCGCACCGTCAAA-GGAACC 3´ (Soumet et al., 1999), 0.5 U de Hot Start Taq DNA polimerasa recombinante (Thermo Scientific) y 5 ng de ADN. Las condiciones termales fueron las siguientes: denaturación inicial de 95 °C por 4 min, 30 ciclos (94 °C por 30 s, 56 °C por 30 s, 72 °C a 30 s), extensión final de 72 °C por 5 min. La amplificación se llevó a cabo en un termociclador Veriti Thermal Cycler (Life Technologies).

DNA Fingerprinting por ERIC-PCR

Perfiles de ERIC-PCR (ADN finger-printing - huella genética) fueron realizados para las 35 cepas en un volumen final de 20µl conteniendo 1X Buffer PCR (Thermo Scientific), 2 mM dNTPs (Thermo Scientific), 2.5 mM MgCl (Thermo Scientific), 5 pmol de cada cebador (Macrogen), ERIC 1R: 5´ATGTAAGCTCCTGGGGATT CAC3' y ERIC 2: 5'-AAGTAAGTGACTGGG GTGAGCG-3 (Albufera et al., 2009), 1 U de Hot Start Taq DNA polimerasa recombi-nante (Thermo Scientific) y 10 ng de ADN. Las condiciones termales fueron las siguientes: denaturación inicial de 95 °C por 4 min, 30 ciclos (90 °C por 30 s, 40 °C por 1 min, 72 °C por 1 min), extensión final de 70 °C por 8 min.

Los productos de PCR fueron separados por electroforesis en gel de agarosa al 1.2%, TBE 1X, a 100 v durante 1 h. Se realizó un score de tamaños de fragmentos mediante comparación con el marcador de peso molecular 100 bp plus (Thermo Scientific) utilizando un Fotodocumentador SmartView Pro 1200 Imager System (Major Scientific).

Perfiles de ERIC-PCR fueron transformados en una matriz de (dis)similaridad utilizando el coeficiente de Jaccard y Dice mediante el programa FAMD v. 1.25 (Schlüter y Harris, 2006), para luego generar un dendograma bajo el método UPGMA en base a una matriz de distancia genética utilizando los programas FAMD v. 1.25 (Schlüter y Harris, 2006) y Mega v. 6.0 (Tamura et al., 2013).

Detección de Genes de Resistencia

Los genes (n=14) qnrB, qnrD, qnrS, aac(62 )-Ib, tetA, tetB, tetC, tetD, cat1, cat2, cmlA, cmlB, sul1 y sul2 (Cheng et al., 2004) asociados a resistencia a quinolonas (Park et al., 2006; Cavaco et al., 2009; Jacoby et al., 2009), tetraciclinas, fenicoles y sulfamidas (Cheng et al., 2004) fueron amplificados por PCR en un volumen final de 20 µl conteniendo 1X Buffer PCR (Thermo Scientific), 2 mM dNTPs (Thermo Scientific), 2 mM MgCl2 (Thermo Scientific), 5 pmol de cada cebador (Cuadro 1), 1 U de Hot Start Taq DNA polimerasa recombinante (Thermo Scientific) y 5 ng de ADN. Las condiciones termales fueron las siguientes: denaturación inicial de 95 °C por 4 min, 30 ciclos (94 °C por 1 min, 51 °C por 1 min, 68 °C a 1 min), extensión final de 70 °C por 8 min.

Cuadro 1 Secuencias de cebadores utilizados para amplificación por PCR de 14 genes asociados con resistencia a quinolonas, tetraciclinas, fenicoles y sulfamidas 

Los productos de amplificación se separaron por electroforesis en gel de agarosa al 1%, TBE 1X, a 100 v, durante 1 h. Se realizó un score de tamaños de fragmentos mediante comparación con el marcador de peso molecular 100 bp plus (Thermo Scientific) utilizando un Fotodocumentador SmartView Pro 1200 Imager System (Major Scientific).

RESULTADOS

Detección y Confirmación de Salmonella Typhimurium

Los 35 aislados presentaron un patrón morfológico en agar XLD y perfil bioquímico compatible con Salmonella enterica. La identificación molecular por PCR específica del gen invA y del fliC, así como del secuenciamiento del gen 16S rDNA confirmaron la presencia de Salmonella enterica subs. enterica serovar Typhimurium en todas las cepas.

Perfil de Resistencia Antimicrobiana

Todas las cepas (100%) mostraron resistencia antimicrobiana al menos a una familia de antibióticos y un 80% de aislados fueron multidrogo resistentes (resistencia al menos a tres familias de antibióticos). Los principales perfiles de resistencia fueron para colistina (91.4%), sulfametoxazol (68.6), enrofloxacina (62.9%) y una moderada resistencia a amoxicilina (20%), ciprofloxacina (20%) y norfloxacina (11.4%) (Cuadro 2).

Cuadro 2 Perfiles de resistencia de 35 cepas de Salmonella Typhimurium aialadas de cuyes a 11 antibióticos de siete familias (fenicoles, sulfonamidas, tetraciclinas, penicilinas, quinolonas, polimixinas y fosfonatos) por técnicas de difusión en disco de inhibición 

Nueve de 14 genes de resistencia analizados fueron detectados en las 35 cepas de Salmonella Typhimurium, siendo los genes tetB (71.4%), sulI (57.1%) y cat2 (48.6%) los más prevalentes (Cuadro 3).

Cuadro 3 Presencia de genes de resistencia a quinolonas (qnr), tetraciclinas (tet), fenicoles (cat, cml), sulfametoxazol (sul) de 35 cepas de Salmonella enterica serovar Typhimurium 

Variabilidad Genética en Aislados de Salmonella Typhimurium

Se identificaron nueve bandas (loci) polimórficas comprendidas entre 200 y 2000-pares de bases con un promedio de 6.714 bandas y 7 perfiles genéticos de ERIC-PCR (A-G), siendo el más abundante el perfil D con 54.3% (19/35), seguido del perfil C con 28.6% (10/35) de la totalidad de cepas (Figura 1).

Figura 1 Dendograma basado en matriz de distancia genética utilizando el coeficiente Standard Jaccard y Dice utilizando método UPGMA para 35 cepas de Salmonella Typhimurium 

La totalidad de aislados de 2016 pertenecieron al perfil C a diferencia de los aislados de 2018 donde se aprecia una mayor variación, con la presencia de siete perfiles de ERIC-PCR. Solo el 35.1% de la variación se explica por diferencias entre los años de colección de las cepas, mientras que el 64.9% de la variación se explica por diferencias intraespecíficas en las cepas analizadas mediante AMOVA (Va= 0.018, Vb= 0.034 y Vt= 0.052). Se apreció una moderada diferenciación entre las cepas de Salmonella Typhimurium por año de colección (PhiST= 0.3506), agrupándose al menos en dos clústeres genéticos (Figura 2).

Figura 2 Dendograma basado en matriz de distancia genética utilizando el coeficiente Standard Jaccard y Dice utilizando método UPGMA para siete patrones de ERIC-PCR en Salmonella Typhimurium. Los siete genotipos en las 35 cepas han sido denominados mediante s letras (A-G) para visualizar las relaciones existentes entre los perfiles de ERIC-PCR 

DISCUSIÓN

Perfiles de Resistencia a Antibióticos

Un alto porcentaje de cepas mostraron resistencia a colistina, sulfametoxazol y enrofloxacina, similar a lo reportado para otras especies animales e incluso al humano (Cabrera et al., 2004). La resistencia a las tetraciclinas fue similar a lo reportado en humanos (Onyango et al., 2008). En el presente estudio se corrobora la presencia de los genes tetA, tetB y tetC responsables de conferir el fenotipo de resistencia (Faldynova et al., 2003), pero una mayor frecuencia del gen tetB en las cepas provenientes de cuyes en Lima.

El fenotipo resistente a florfenicol presentó solo el gen cat2, presente en cepas de origen humano, a diferencia de lo reportado para otras cepas de origen animal con una mayor presencia del gen flo (Nogrady et al., 2005). Por otro lado, en contraste con el estudio de Matsuura et al. (2010) y Salvatierra et al. (2018) en cuyes de Perú, se observó la presencia de resistencia a penicilinas y sulfonamidas, con porcentajes de resistencia a amoxicilina de 20% y a sulfametoxazol de 68.6%, a pesar de que las penicilinas no se utilizan en los tratamientos médicos en cuyes (Madge, 1969; Young et al, 1987).

El fenotipo resistente al Sulfametoxazol en cuyes presentó los genes sul1 y sul2, y con mayor abundancia del primero; similar a reportes en cepas de Salmonella Typhimurium de origen animal y humano (Antúnes et al., 2005; Adesiji et al., 2014). Los fenotipos de resistencia a quinolonas (enrofloxacina y ciprofloxacina) fueron muy prevalentes, principalmente en cepas de 2018, duplicando lo reportado por Salvatierra et al. (2018). Ambos antibióticos son usados ampliamente en el control de salmonelosis en cuyes (Matssura et al., 2010). Por otro lado, se observó una discordancia entre la presencia del fenotipo de resistencia a la familia de quinolonas y la presencia de genes de resistencia, pudiendo sugerir la presencia de otros genes, mecanismos bioquímicos, o nuevas mutaciones como las producidas en los genes gyrA y parC relacionados a la resistencia a quinolonas (Nakaya et al., 2003).

Los sistemas de producción aviar constituyen una fuente para la emergencia de las cepas resistentes a antibióticos en Salmonella enterica debido al uso de antibióticos en alimentación animal y subdosificación (Verbrugghe et al., 2016). Así mismo, se ha reportado la transferencia de genes de virulencia y resistencia por medio de mecanismos de transferencia horizontal de genes como plásmidos conjugativos, integrones y transposones (Pezzella et al., 2004) entre cepas de Salmonella de diferentes orígenes. La posibilidad de contacto entre patógenos de sistemas de producción avícola hacia los sistemas de producción de cuyes es una posible explicación, ya que ambos se concentran en la costa central de Lima.

Variabilidad Genética en Aislados de Salmonella Typhimurium

Salmonella Typhimurium constituye la principal serovariedad presente en cuyes, con valores superiores al 95% en comparación con otros serovares (Chero et al., 2017). El presente estudio reporta una moderada variabilidad genética con la presencia de siete patrones de ERIC-PCR distribuidos aleatoriamente en los sitios de muestreo, a diferencia de lo reportado por Salvatierra et al. (2018) quienes encuentran un solo perfil genético acorde con una dispersión clonal en granjas de cuyes de Lima. Por otro lado, no se observa una clara correlación entre la variabilidad genética y los perfiles de resistencia antibiótica, similar a lo reportado por Salvatierra et al. (2018); sin embargo, contrasta con los resultados de Coculescu et al. (2014) sobre genotipos presentes con mayor frecuencia en casos de resistencia a betalactámicos.

La moderada variabilidad y distancia genética existente entre cepas de Salmonella Typhimurium pertenecientes a los años 2016 y 2018, sumada a los diferentes patrones de resistencia a los antibióticos podría sugerir un diferente proceso de selección al que fueron expuestas en dicho intervalo las cepas de Salmonella Typhimurium en las granjas de cuyes de Lima.

CONCLUSIONES

El 20% de las cepas de Salmonella Typhimurium fueron resistentes a antibióticos de uso humano como ciprofloxacina y amoxicilina, mientras que el 62.9% fueron resistentes a enrofloxacina.

Las cepas aisladas de Salmonella Typhimurium de cuyes presentaron moderados valores de variabilidad genética y una alta prevalencia de cepas multidrogo resistentes (80%), principalmente en los aislados pertenecientes al año 2018.

Agradecimientos

El presente trabajo fue financiado por el proyecto PNIA 046-PI «Determinación de las causas de mortalidad, control de enfermedades y medidas de prevención en cuyes», Programa Nacional de Innovación Agraria (PNIA) y por la Empresa Bioservice SRL.

LITERATURA CITADA

1. Achtman M, Wain J, Weill FX, Nair S, Zhou Z, Sangal V, Krauland MG, et al. 2012. Multilocus sequence typing as a replacement for serotyping in Salmonella enterica. Plos Pathog 8: e1002776. doi: 10.1371/journal.ppat.1002776 [ Links ]

2. Adesiji YO, Deekshit VK, Karunasagar I. 2014. Antimicrobial-resistant genes associated with Salmo-nella spp isolated from human, poultry, and seafood sources. Food Sci Nutr 2: 436-442. doi: 10.1002/fsn3.119 [ Links ]

3. Albufera U, Bhugaloo-Vial P, Issack M, Jaufeerally-Fakim Y. 2009. Molecular characterization of Salmonella isolates by REP-PCR and RAPD analysis. Infect Genet Evol 9: 322-327. doi: 10.1016/j.meegid.2007.12.003 [ Links ]

4. Antunes P, Machado J, Sousa JC, Peixe L. 2005. Dissemination of sulfonamide resistance genes (sul1, sul2, and sul3) in Portuguese Salmonella enterica strains and relation with integrons. Antimicrob Agents Ch 49: 836- 839. doi: 10.1128/AAC.49.2.836-839.2005 [ Links ]

5. [UNE] Asociación Española de Normalización. 2017. Norma española UNE-EN ISO 6579-1. Microbiología de la cadena alimentaria, método horizontal para la detección, enumeración y serotipado de Salmonella. Parte 1: Detección de Salmonella spp (ISO 65791:2017). [Internet]. Disponible en: https://www.une.org/encuentra-tu-norma/bus-ca-tu-norma/norma/?c=N0058760Links ]

6. Cabrera R, Ruiz J, Marco F, Oliveira I, Arroyo M, Aladueña A, Usera M, et al. 2004. Mechanism of resistance to several antimicrobial agents in Salmonella clinical isolates causing traveler’s diarrhea. Antimicrob Agents Chemother 48: 3934-3939. doi: 10.1128/ AAC.48.10.3934-3939.2004 [ Links ]

7. Cavaco L, Hasman H, Xia S, Aarestrup F. 2009. qnrD, a novel gene conferring transferable quinolone resistance in Salmonella enterica serovar Kentucky and Bovismorbificans strains of human origin. Antimicrob Agents Chemother 53: 603-608. doi: 10.1128/AAC.00997-08 [ Links ]

8. Chen S, Zhao S, White DG, Schroeder CM, Lu R, Yang H, McDermott PF, et al. 2004. Characterization of multipleantimicrobial-resistant Salmonella serovars isolated from retail meats. Appl Environ Microb 70: 1-7. doi: 10.1128/aem.70.1.1-7.2004 [ Links ]

9. Chero A, Rosadio R, Marcelo G, Diaz G, Jiménez R, Castro Y, Maturrano L. 2017. Identificación molecular de Salmonella typhimurium en cuyes al primer parto mediante la técnica de PCR múltiple. Rev Inv Vet Perú 28: 679-686. doi: 10.15381/rivep.v28.i3.13288 [ Links ]

10. [NCCLS] Clinical and Laboratory Standard Institute. 2017. Performance standards for antimicrobial disk and dilution susceptibility test for bacteria isolated from animals. 2nd ed. M31-A2. NCCLS 19(1): 1-87. [ Links ]

11. Coculescu BI, Palade AM, Purcarea VL. 2014. Multiresistance to antibiotics of Salmonella enterica serovar Typhimurium strains producing extended spectrum beta-lactamases (ESBLs). J Med Life 7: 80-82. [ Links ]

12. Eng SK, Pusparajah P, Mutalib NS, Ser HL, Chan KG, Lee LH. 2015. Salmonella: a review on pathogenesis, epidemiology and antibiotic resistance. Front Life Sci 8: 284-293. doi: 10.1080/21553769.2015.1051243 [ Links ]

13. Faldynova M, Pravcova M, Sisak F, Havlickova H, Kolackova I, Cizek A, Karpiskova R, et al. 2003. Evolution of antibiotic resistance in Salmonella enterica serovar Typhimurium strains isolated in the Czech Republic between 1984 and 2002. Antimicrob Agents Chemother 47: 2002-2005. doi: 10.1128/aac.47.6.2002-2005.2003 [ Links ]

14. Jacoby GA, Gacharna N, Black TA, Miller GH, Hooper DC. 2009. Temporal appearance of plasmid-mediated quinolone resistance genes. Antimicrob Agents Chemother 53: 1665-1666. doi: 10.1128/AAC.01447-08 [ Links ]

15. Kabir S. 2010. Avian colibacillosis and salmonellosis: a closer look at epidemiology, pathogenesis, diagnosis, control and public health concerns. Int J Env Res Pub He 7: 89-114. doi: 10.3390/ijerph-7010089 [ Links ]

16. Madge D. 1969. Effect of antibiotics on intestinal absorption in guinea pigs. Comp Biochem Physiol 30: 295-307. doi: 10.1016/0010-406x(69)90812-3 [ Links ]

17. Matsuura A, Morales S, Calle S, Ara M. 2010. Antimicrobial in vitro susceptibility of Salmonella enterica isolated from guinea pigs of familiar commercial breeding systems in the province of Carhuaz, Ancash. Rev Inv Vet Perú 21: 93-99. [ Links ]

18. Miller CS, Handley KM, Wrighton KC, Frischkorn KR, Thomas BC, Banfield JF. 2013. Short-read assembly of fulllength 16S amplicons reveals bacterial diversity in subsurface sediments. PloS one 8(2): e56018. [ Links ]

19. Morales S, Mattos J, Calle S. 2007. Efecto de la muña (Satureja parvifolia) en la dinámica de la infección por Salmonella enterica en cobayos. En: XXX Reunión ALPA. Cusco. [ Links ]

20. Nakaya H, Yasuhara A, Yoshimura K, Oshihoi Y, Izumiya H, Watanabe H. 2003. Life-threatening infantile diarrhea from fluoroquinolone-resistant Salmonella enterica typhimurium with mutations in both gyrA and parC. Emerg Infect Dis 9: 255-257. doi: 10.3201/eid0902.020185 [ Links ]

21. Nogrady N, Gado I, Zsolt P, Paszti J. 2005. Chloramphenicol resistance genes in Salmonella enterica subsp enterica serovar Typhimurium isolated from human and animal sources in Hungary. Vet Med-Czech 50: 164-170. doi: 10.17221/5609-VETMED [ Links ]

22. Onyango D, Machioni F, Kakai R, Waindi EN. 2008. Multidrug resistance of Salmonella enterica serovars Typhi and Typhimurium isolated from clinical samples at two rural hospitals in Western Kenya. J Infect Dev Countr 2: 106-111. doi: 10.3855/T2.2.106 [ Links ]

23. Park C, Robicsek A, Jacoby G, Sahm D, Hooper D. 2006. Prevalence in the United States of aac(6´)-Ib-cr encoding a ciprofloxacin-modifying enzyme. Antimicrob Agents Chemother 50: 3953-3955. doi: 10.1128/AAC.00915-06 [ Links ]

24. Pezzella C, Ricci A, DiGiannatale E, Luzzi I, Carattoli A. 2004. Tetracycline and streptomycin resistance genes, transposons, and plasmids in Salmonella enterica isolates from animals in Italy. Antimicrob Agents Chemother 48: 903-908. doi: 10.1128/aac.48.3.903-908.2004 [ Links ]

25. Prasertsee T, Khantaprab N, Yamsakul P, Santiyanont P, Chokesajjawatee N, Patchanee P. 2016. Repetitive sequence-based PCR fingerprinting and the relationship of antimicrobial-resistance characteristics and corresponding genes among Salmonella strains from pig production. Asian Pac J Trop Med 6: 390-395. doi: 10.1016/S2222-1808(15)61054-4 [ Links ]

26. Rahn K, De Grandis SA, Clarke RC, McEwen SA, Galán JE, Ginocchio C, Curtiss R, et al. 1992. Amplification of an invA gene sequence of Salmonella typhimurium by polymerase chain reaction as a specific method of detection of Salmonella. Mol Cell Probe 6: 271-279. doi: 10.1016/0890-8508(92)90002-F [ Links ]

27. Salvatierra G, Rimac R, Chero A, Reyna I, Rosadio R, Maturrano L. 2018. Resistencia antimicrobiana y genotipificación de cepas de Salmonella typhimurium aisladas de cuyes (Cavia porcellus) provenientes de granjas de producción intensiva de la ciudad de Lima, Perú. Rev Inv Vet Perú 29: 319327. doi: 10.15381/rivep.v29i1.14089 [ Links ]

28. Schlüter M, Harris S. 2006. Analysis of multilocus fingerprinting data sets containing missing data. Mol Ecol Notes 6: 569-572. doi: 10.1111/j.1471-8286.-2006.01225.x [ Links ]

29. Soumet C, Ermel G, Rose V, Rose N, Drouin P, Salvat G, Colin P. 1999. Identification by a multiplex PCR-based assay of Salmonella typhimurium and Salmonella enteritidis strains from environmental swabs of poultry houses. Lett Appl Microbiol 29: 1-6. doi: 10.1046/j.1365-2672.1999.00559.x [ Links ]

30. Sun J, Ke B, Huang Y, He D, Li X, et al. 2014. The molecular epidemiological characteristics and genetic diversity of Salmonella typhimurium in Guangdong, China, 2007-2011. Plos One 9: e113145. doi: 10.1371/journal.pone.0113145 [ Links ]

31. Tamura K, Stecher G, Peterson D, Filip A, Kumar S. 2013. MEGA6: molecular evolutionary genetics analysis version 6.0. Mol Biol Evol 30: 2725-2729. doi: 10.1093/molbev/mst197 [ Links ]

32. Verbrugghe E, Van Parys A, Haesendonck R, Leyman B, Boyen F, Haesebrouck F, Pasmans F. 2016. Subtherapeutic tetracycline concentrations aggravate Salmonella typhimurium infection by increasing bacterial virulence. J Antimicrob Chemother 71: 2158-2166. doi: 10.1093/jac/dkw152 [ Links ]

33. Young JD, Hurst WJ, White WJ, Lang CM. 1987. An evaluation of ampicillin-pharmacokinetics and toxicity in guinea pigs. Lab Anim Sci 37: 652-656. [ Links ]

34. Zahraei T, Mahzounieh M, Saeedzadeh, A. 2005. Detection of invA gene in isolated Salmonella from broilers by PCR method. Int J Poult Sci 4: 557-559. doi: 10.3923/ijps.2005.-557.559 [ Links ]

Recibido: 01 de Marzo de 2019; Aprobado: 08 de Enero de 2020

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