Ubicación geográfica y características edafoclimáticas del sitio experimental

Este estudio se realizó en el Instituto de Investigación, Producción y Extensión Agraria (INPREX) de la Universidad Nacional Jorge Basadre Grohmann, ubicado en la Provincia de Tacna, Región Tacna, Perú (latitud sur 18º 01’ 49.98” y longitud oeste 70º 15’ 12.54” y 538 m s. n. m.). El cultivo tuvo una duración de 91 días y fue entre los meses de marzo a junio del año 2014, la temperatura máxima media fue de 27.3ºC y la mínima de 11.5ºC, con una humedad relativa mínima de 73% y una máxima de 85% (SENAMHI, 2014). El suelo del sitio experimental presentó una textura franca, un contenido bajo de materia orgánica (1.20%), pH ligeramente alcalino (7.54), un nivel bajo de nitrógeno (0.07%), un valor medio de fósforo (13.3 ppm) y un contenido de potasio alto (1 124 ppm). Tanto las muestras de suelo y biol se analizaron en el Laboratorio de Análisis de Suelos, Plantas, Aguas y Fertilizantes de la Universidad Nacional Agraria La Molina.

Pruebas de pureza, caracterización fenotípica y producción de inoculante de la cepa de R. etli 188-03

Para esta investigación se contó con la cepa de R. etli 188-03, cedida por el Laboratorio de Microbiología Ambiental de la Universidad Nacional de Trujillo, Perú. La cepa se reactivó en el medio Levadura Manitol Agar con Rojo Congo, se hizo la coloración Gram que correspondió a bacilos gramnegativos asporógenos (Vincent, 1970). Las pruebas de pureza fueron:

Crecimiento en el medio Agar Levadura Lactosa: se sembró el cultivo aislado por duplicado en placas con medio ALL por estrías paralelas, se incubó a 28ºC por 2 días (para Rhizobium sp.). Al observar el crecimiento bacteriano se adicionó 5 ml del reactivo de Benedict e incubó a temperatura ambiente por 10 minutos, se evaluó el cambio de color, que indicó la producción de α cetolactolasa, característico de Agrobacterium y no de rizobios, éstos últimos no producen un cambio de color del reactivo (CIAT, 1988).

Crecimiento en el medio Peptona-Glucosa con el Indicador Púrpura de Bromocresol: se sembró por duplicado el cultivo en este medio mediante estrías paralelas, e incubó a 28ºC por 2 días (para Rhizobium sp.). Se observó el crecimiento y cambio de coloración, un buen crecimiento de la bacteria con un cambio de color del medio, no corresponde a los rizobios ya que éstos no desarrollan bien en este medio y probablemente sea un contaminante (CIAT, 1988).

Crecimiento en el medio Luria Bertani: se sembró por duplicado el cultivo en medio LB mediante estrías paralelas, se incubó a 28ºC por 2 días. Al igual que en el medio anterior, un buen crecimiento de la bacteria no corresponde a los rizobios, por lo que probablemente sea un contaminante, aunque se ha observado excepcionalmente el crecimiento de cepas de R. tropici de frijol (CIAT, 1988).

Asimismo, se realizó la prueba de caracterización fenotípica como la Producción de ácido o álcali en Agar Extracto de Levadura Azul de Bromotimol al 0,5%: se sembró la cepa de Rhizobium en forma de S en dicho medio, se incubó a 28ºC por 3 a 7 días. Si no hay cambio el medio es neutro, azul indica alcalinidad (cepas de crecimiento lento), amarillo indica acidez (cepas de crecimiento rápido), los resultados agrupan a los rizobios como productores de ácido o álcali (Ferrera-Cerrato et al., 1993).

Todas estas pruebas realizadas calificaron a la cepa como pura y de crecimiento rápido con producción de acidez.

Para la producción del inoculante líquido se utilizó el Caldo Levadura Manitol, al biorreactor se le inyectó aire purificado, se incubó a 28ºC (Vincent, 1970), se hicieron conteos directos por cámara de Neubauer y se obtuvo un conteo aproximado de 10⁹cel mL^-1a las 46 horas (fase exponencial).

Biol

Se empleó biol de fabricación casera como testigo biológico, abono orgánico, biofertilizante y biostimulante para el crecimiento vegetal; se utilizó un bidón de plástico de 60 L, la composición fue: 25 L de agua no clorada, 20 Kg de estiércol fresco de vaca, 2 tapas de chancaca, 2 tazas de concho de chicha, 1 Kg de ceniza de leña, 1 L de leche, ½ Kg de cáscara de huevo molido y 2 Kg de hojas picadas de alfalfa, se dejó fermentar por 2 meses.

Establecimiento y manejo agronómico del experimento

Los tratamientos fueron: inoculante 2.5 x 10⁷cel g^-1suelo (200 g de suelo en 30 kg de semilla), inoculante 2.5 x 10⁸cel g^-1suelo (200 g de suelo en 30 kg de semilla), inoculante 2.5 x 10⁹cel g^-1suelo (200 g de suelo en 30 kg de semilla), control negativo agua destilada, testigo fertilizado y testigo biológico.

Se consideró como referencia la dosis de fertilización 70-80-80 NPK. Se adicionó una pequeña cantidad de nitrógeno mineral a razón de 30 kg N ha^-1(Silvester, 1983) a todos los tratamientos en forma de fosfato diamónico. Se fertilizaron todos los tratamientos durante la siembra, se aplicó a cada uno:

173.90 kg ha^-1 de fosfato diamónico y 34.00 kg ha^-1 de sulfato de potasio, pero al tratamiento testigo fertilizado se le adicionó un fertilizante más como la urea a razón de 84.10 kg ha^-1(1/3 durante la siembra y 2/3 restantes antes de la floración). La fertilización se realizó de manera uniforme cercana a las semillas, y luego se cubrieron con una capa de suelo.

La unidad experimental correspondió a un área de 6 m², la distancia entre líneas fue de 1m y entre plantas se consideró 0.2 m. El suelo se preparó secuencialmente, se utilizó arado y rastra de discos, se removió el suelo a una profundidad aproximada de 0.35 m con el fin de conseguir una buena porosidad, se abrieron surcos de siembra manualmente, se agregó estiércol de corral de vacuno a razón de 10 t ha^-1. Se usó como método de siembra, la siembra directa, las semillas se distribuyeron en cada golpe a una distancia de 0.2 m, las cuales se cubrieron con 2-3 cm de tierra; se empleó la semilla de vainita que correspondió a la var. Jade (Syngenta Rogers). Las semillas, a excepción de las que correspondieron a los tratamientos testigo fertilizado y testigo biológico, se lavaron varias veces con agua corriente hasta eliminar el antifúngico.

En los tratamientos con inoculación se aplicó el inoculante líquido a razón de 50 mL 30 kg de semilla mezclados con 200 g de suelo, se agregó bajo la sombra y se procedió a sembrar (Zúñiga, 2012). En el testigo biológico la aplicación de biol fue foliar al 10% a los 15, 22 y 30 días después de la siembra, similar a la metodología de Barrios & Siura (1999).

Los deshierbos (control de malezas) se hicieron durante todo el ciclo de crecimiento para mantener al área libre de malezas, se realizó un control integrado de plagas y enfermedades. Asimismo, como preventivo se aplicó el fungicida Farmathe (ingrediente activo Benomyl) al día siguiente de la siembra e inmediatamente después de la germinación, el método de aplicación fue en la superficie del suelo, similar a la metodología de Kloepper et al. (2012).

Se utilizó un riego por goteo, que fue ligero, con una frecuencia de tres veces por semana; el volumen de agua utilizado fue de 4 095 m³ ha^-1. La primera cosecha se efectuó a los 60 días después de la siembra (DDS), se realizaron en total cinco cosechas en forma manual.

Evaluación a inicios de la formación de vainas (45 DDS)

Para el número de nódulos por planta, de cada unidad experimental se tomaron tres plantas y en cada una se contó el número total de nódulos presentes en las raíces. En cuanto al porcentaje de nódulos efectivos o activos por planta, de los nódulos totales contados, se hicieron cortes transversales, se clasificaron como nódulos efectivos los que fueron descritos de color rosado en su interior y nódulos inactivos los descritos de color blanco (Frioni, 1999; Chmelíková & Hejcman, 2012).

Evaluaciones a cosecha (60 DDS)

Se consideró el rendimiento (kg ha^-1), se eligieron al azar se tomaron 10 plantas en forma aleatoria por cada unidad experimental; la longitud de vaina (cm) se consideraron en forma aleatoria 10 plantas por cada unidad experimental que equivale al 33.33% del total de la unidad, de las que se eligió para medir una vaina al azar de cada planta; peso de vaina (g) se escogieron en forma aleatoria 10 plantas por cada unidad experimental, se pesó el total de vainas de cada planta, se obtuvo un promedio; y en el número de vainas por planta (N°) se evaluaron 10 plantas al azar por cada unidad experimental.

Análisis de datos

La colección de datos obtenidos se procesó estadísticamente, se usó el análisis de varianza (ANVA) y prueba de rango múltiple de Duncan (P<0.05) para comparación de medias e identificar diferencias significativas entre tratamientos. Para procesar los análisis se empleó el software Statgraphics Centurion XVI.I (Statpoint Technologies, 2010).

Resultados

Número de nódulos por planta

En la Tabla 1 el tratamiento inoculante 2.5 x 10⁹cel g^-1suelo fue significativamente diferente al resto de tratamientos con inoculación, ya que presentó el mayor promedio en el número de nódulos que fue 47.67; la inoculación incrementó el número de nódulos por planta, los tratamientos con menores concentraciones también presentaron nódulos, pero no fueron suficientes estas concentraciones para producir una diferencia. En los tratamientos que no fueron inoculados, se observaron nódulos en los pelos radicales de las plantas, esto es similar a lo informado por Pelegrin et al. (2009) que encontraron nódulos en plantas de frejol que no fueron inoculadas con Rhizobium ni tampoco recibieron nitrógeno mineral. Por lo evidenciado en el trabajo, esto indica la presencia de rizobios nativos simbiontes para P. vulgaris L.

En los tratamientos con concentraciones menores de inóculo, las variables ambientales en las que se desarrolló el experimento pudieron influenciar de manera indirecta sobre la nodulación, ya que el rango óptimo de temperatura para formación de nódulos se encuentra entre 18 y 29 °C, y las mínimas estuvieron en los primeros meses en 15.8 y 15.3 °C (SENAMHI, 2014). También se tiene que el exceso de sal, altos niveles de nitrógeno combinado pueden afectar la nodulación, entre otros (Grant & Long, 1989). Por otro lado, en la aplicación del inoculante líquido con suelo a las semillas durante la siembra, no se utilizó en el caldo de cultivo un aditivo que hubiera permitido una mayor adhesión de las bacterias a las semillas.

Cabe señalar que la aplicación del fungicida Farmathe (Benomyl) después de la siembra, no fue directamente en las semillas, sino en el suelo, esto pudiera tener un efecto en la disminución de la nodulación. Mårtensson (1992) encontró que la deformación de los pelos radicales inducida por los rizobios, necesaria para la nodulación, tuvo una disminución en presencia de Benomyl. Además, sugiere tener cautela al interpretar resultados de laboratorio y campo en el uso de químicos en la agricultura, aunque las bacterias pueden persistir contra la mayoría de ellos, hay indicios que la eficiencia simbiótica puede ser alterada.

Silvester (1983) indica que la disponibilidad de N proveniente de la fijación biológica se inicia aproximadamente a los 20 días después de la siembra, por eso es necesario aplicar una reducida cantidad de nitrógeno mineral (30 kg N ha^-1), para estimular el crecimiento inicial de las plántulas, favorecer el establecimiento de cepas en el cultivo y la formación de nódulos.

En sistemas hidropónicos se inoculó R. etli ISP42 (1 x10⁵ UFC mL^-1) en P. vulgaris ‘Negro Jamapa’ y se obtuvieron 9 ± 3 nódulos por planta (Dardanelli et al., 2008). R. tropici 10813 y 10716 (10⁹ cel g^-1de turba y 500 g de turba para 50 kg de semilla) tuvieron 16.8 y 12.8 nódulos, respectivamente, cuando se le aplicó como estímulo para la nodulación N mineral a razón de 40 kg ha^-1en la siembra de frejol Carioca (Otsubo et al., 2013), esta concentración es aproximada a la dosis aplicada en el tratamiento inoculante 2.5 x 10⁹cel g^-1suelo en 200 g de suelo en 30 kg de semilla, que obtuvo un promedio de 47.67 nódulos por planta (Tabla 1), valor que es mayor a los nódulos obtenidos en las observaciones mencionadas.

La inoculación en campo con cepas R. gallicum 8a3 y Ensifer meliloti 4H41 (aproximadamente 10⁸ cel planta^-1) en plántulas de P. vulgaris, incrementaron significativamente el número de nódulos que llegaron a 28 y 17, respectivamente, al comparar con las plantas control (Trabelsi et al., 2011); estas cifras son menores al resultado más alto obtenido en esta investigación, pero con la mayor concentración de Rhizobium. Cabe señalar que el tratamiento inoculante 2.5 x 10⁹cel g^-1suelo tuvo una concentración aproximada de 4.78 x 10⁶ células semilla^-1, que alcanzó el mayor número de nódulos por planta, este dato está dentro del estándar mínimo de células por semilla recomendado por Lupwayi et al. (2000) que es 10⁵para semillas grandes, como por ejemplo: soya, guisante y frejol.

Porcentaje de nódulos efectivos por planta

La infección en las raíces de las leguminosas por un simbionte adecuado de Rhizobium forma nódulos donde se realiza la fijación biológica de nitrógeno, la hemoglobina es una proteína que se une al O_2, es roja, contiene hierro y está presente en nódulos sanos fijadores de nitrógeno; en condiciones normales ni Rhizobium ni la leguminosa pueden fijar nitrógeno de manera independiente, se requiere de una interacción entre ellos (Madigan et al., 2000).

En el porcentaje de nódulos efectivos hubo diferencia significativa en los tratamientos, el tratamiento con la mayor concentración (2.5 x 10⁹ cel g^-1suelo) tuvo la mayor efectividad 84.02% y fue más efectivo que el tratamiento testigo fertilizado. Los tratamientos que no fueron inoculados también presentaron nódulos efectivos, como en el caso del control negativo, testigo fertilizado y testigo biológico con una efectividad del 38.65, 57.12 y 52.83%, respectivamente, lo que evidencia la presencia de rizobios nativos, pero con una efectividad menor a la cepa inoculada en condiciones de campo (Tabla 2).

El porcentaje de nitrógeno en el análisis físico químico inicial de suelo fue bajo, esto pudiera permitir un desarrollo de rizobios nativos y la eficiente infectividad del inóculo agregado. El incremento de la disponibilidad de fósforo tiene un efecto positivo en el número de nódulos por planta, también en la forma de nódulos como su área activa; la eficiencia de la fijación de nitrógeno se incrementa después de fijar fósforo, una nodulación baja puede deberse a que la fertilización con N pudo ser por absorción de nitratos y amonio (Chmelíková & Hejcman, 2012).

Zapata et al. (2014) obtuvieron porcentajes de nódulos efectivos que variaron entre 69.71 y 80.15% en maní (Arachis hipogaea L.) inoculado con cepas de Bradyrhizobium (3 x 10⁷ cel mL^-1), estos resultados son similares a los porcentajes obtenidos en esta investigación, pero con las concentraciones más altas (Tabla 2) 84.02% (2.5 x 10⁹cel g^-1suelo) y 73.88% (2.5 x 10⁸cel g^-1 suelo).

Evaluaciones a cosecha de vainita

En el rendimiento de vainita en kg ha^-1 se encontró una influencia del inoculante en los tratamientos inoculante 2.5 x 10⁹ cel g^-1 suelo y 2.5 x 10⁸cel g^-1 suelo, en comparación con el control negativo y testigo biológico (Tabla 3). Se pudo reemplazar el fertilizante químico urea, principalmente en el tratamiento inoculante 2.5 x 10⁹ cel g^-1suelo, ya que no tuvo diferencia significativa con el testigo fertilizado, y generó una mayor influencia entre los tratamientos inoculados con R. etli. Investigaciones en campo demostraron que la biofertilización con cepas nativas seleccionadas de R. leguminosarum fueron capaces de reemplazar totalmente la fertilización química nitrogenada (Mulas et al., 2011).

Los tratamientos de inoculante 2.5 x 10⁹ cel g^-1 suelo y 2.5 x 10⁸ cel g^-1 suelo no tuvieron diferencias significativas en el rendimiento con el testigo fertilizado, estos resultados concuerdan con lo informado por Zapata et al. (2014) quienes encontraron que cepas fijadoras de nitrógeno comparadas con la fertilización nitrogenada para el cultivo de maní, fueron capaces de promover rendimientos iguales o superiores al obtenido con la aplicación de nitrógeno.

Asimismo, cepas de R. tropici inoculadas en frejol Carioca tuvieron productividades de granos similares a los fertilizados con 80 kg N ha^-1(Otsubo et al., 2013), así como también se informan rendimientos de grano similares bajo fertilización con N e inoculación con Rhizobium (Grange et al., 2007). En contraste, Pereira et al. (2015) evidenciaron mayores rendimientos cuando se fertiliza con nitrógeno mineral en comparación con la inoculación con R. tropici SEMIA 4080 en frejol común ‘BRS Pontal’. De igual manera, Otieno et al. (2009) inocularon Rhizobium en P. vulgaris L. cv GLP 2 y no obtuvieron un efecto significativo en el rendimiento en campo.

Una fertilización con 20 kg N ha^-1 más inoculante con la cepa de R. tropici CIAT 899 (densidad de 10⁹ cel gha^-1de turba, 500 g para 50 kg semilla), se pudo obtener un rendimiento de 3 339 Kg ha^-1 de cultivo de frejol común, equivalente a la aplicación de hasta 160 kg N ha^-1(Pelegrin et al., 2009); rendimiento similar al obtenido en esta investigación con la concentración más alta de inoculante (2.5 x 10⁹cel g^-1 suelo) que fue 3 038.95 Kg ha^-1

En el rendimiento por planta (Tabla 3) hubo una influencia significativa de R. etli en los tratamientos 2.5 x 10⁹ cel g^-1 suelo (60.78 g) y 2.5 x 10⁸ cel g^-1 suelo (51.42 g), la concentración más alta del inoculante 2.5 x 10⁹ cel g^-1suelo tuvo una mejor influencia en el rendimiento por planta entre los tratamientos inoculados. Estos resultados fueron similares a lo que informan Mulas et al. (2011) y Mulas et al. (2015), que observaron que la biofertilización con cepas seleccionadas de Rhizobium (3 x 10⁸ cel g^-1 turba) y la fertilización química con N estuvieron significativamente más altas en el rendimiento por planta, que el control no fertilizado. Trabelsi et al. (2011) refieren que la inoculación en campo de P. vulgaris con cepas de E. meliloti 4H41 y R. gallicum 8a3 obtuvieron un rendimiento por planta de 14 g y 22 g, respectivamente, esto generó un incremento significativo, en comparación con las plantas control con una dosis aproximada de 10⁸cel planta^-1.; nuestros resultados evidencian valores mayores a estos mencionados, no obstante, con una concentración aproximada entre 10⁴-10⁶células por semilla.

En la longitud de vaina (Tabla 3) no se observó una influencia del inoculante en las tres concentraciones aplicadas en comparación con el control negativo y el testigo fertilizado, los valores más altos estuvieron entre 14.17 y 14.42 cm con la var. Jade. Esto concuerda con Barrios & Siura (1999) que utilizaron diferentes concentraciones de biol en el cultivo de vainita (var. Bush Blue Lake 47) y tampoco encontraron diferencia significativa en la longitud de la vaina, obtuvieron un promedio de 12.97 cm y cuando aplicaron foliarmente biol al 10% informaron menos de 12.90 cm, estos resultados fueron menores a los que se encontraron en la presente investigación.

El nivel alto de potasio que se constató en el análisis inicial, pudo originar que no haya diferencia significativa en la longitud de vaina entre los tratamientos mencionados. Las plantas leguminosas tienen altos requerimientos en fósforo y potasio, caso contrario ocurre con el N mineral, ya que son capaces de fijar suficientes cantidades a través de la fijación biológica de N (Howieson et al., 2011). Estas plantas son sensibles a las deficiencias de fósforo, potasio y azufre, nutrientes que afectan de manera directa la fijación biológica de nitrógeno, e indirectamente el crecimiento de la leguminosa (Divito & Sadras, 2014).

Un adecuado contenido de potasio en las plantas fijadoras de nitrógeno molecular por simbiosis, como las leguminosas, incrementa la actividad de la enzima nitrogenasa y la cantidad de nitrógeno molecular fijado dentro de los nódulos bacteriales (Kass, 1998). El potasio participa también en la osmorregulación, que es importante en la extensión celular y el movimiento de estomas (Hawkesford et al., 2012). Los parámetros de apariencia del tamaño como largo, ancho, peso, volumen de un producto son influenciados por la nutrición de la planta (Sørensen et al., 1995).

En cuanto al peso de la vaina (Tabla 3) no se observó una influencia de la concentración del inoculante en los tratamientos con R. etli 2.5 x 10⁹cel g^-1 suelo (6.04 g), 2.5 x 10⁸ cel g^-1suelo (5.95 g) y 2.5 x 10⁷cel g^-1 suelo (5.97 g), ya que fueron estadísticamente iguales a los testigos y al control negativo. Asimismo, Barrios & Siura (1999) no hallaron diferencia significativa en el peso de la vaina, obtuvieron resultados similares de 6.02 g con la variedad Bush Blue Lake 47 al aplicar diferentes concentraciones de biol foliar y al suelo.

Como ya se mencionó inicialmente se constató un nivel de potasio alto, debido a esto se agregó en el suelo una proporción menor durante la siembra. Al no haber diferencia significativa en el peso de vaina en los tratamientos evaluados, el potasio pudo tener efecto en el peso de los frutos. El potasio estimula la turgencia celular y actúa en gran parte como activador enzimático en los procesos fisiológicos de las plantas, además, facilita el transporte de productos fotosintéticos, hacia sitios de almacenamiento o de crecimiento en semillas, tubérculos y frutas (Kass, 1998).

En el número de vainas por planta (Tabla 3) se encontró que las concentraciones R. etli 2.5 x 10⁹ cel g^-1 suelo y 2.5 x 10⁸ cel g^-1suelo no tuvieron una diferencia significativa frente al testigo fertilizado, sin embargo, sí se observó una influencia del inoculante en estas concentraciones en comparación con los tratamientos inoculante 2.5 x 10⁷cel g^-1 suelo, control negativo y testigo biológico.

Los resultados en el número de vainas por planta fueron de 12.19 (2.5 x 10⁹cel g^-1 suelo) y 12.05 (2.5 x 10⁸ cel g^-1 suelo), mientras que Otieno et al. (2009) obtuvieron una media de 9.3 (en lluvias largas) y 8.2 (lluvias cortas) vainas por planta en P. vulgaris L. cv GLP 2 inoculado con Rhizobium.

La inoculación en P. vulgaris L. con cepas de Rhizobium LCS0306, LBM1123 y ZBM1008 en concentraciones de 3 x 10⁸cel g^-1 de turba y la fertilización indujeron un alto número de vainas por planta, su concentración fue de 1 x 10⁶Rhizobium por semilla (Mulas et al., 2015). En esta investigación el tratamiento 2.5 x 10⁹cel g^-1 suelo, tuvo una concentración aproximada de 4.78 x 10⁶ Rhizobium por semilla, que también influenció en el número de vainas por planta.

Diferente fue lo obtenido por Otsubo et al. (2013) que trabajaron en diferentes linajes del grupo Frejol Carioca inoculados con dos cepas de R. tropici (10⁹ cel g^-1 de turba y 500 g de turba que se aplicaron para 50 kg de semilla), no hallaron diferencias en el número de vainas por planta en tratamientos inoculados o fertilizados con nitrógeno en comparación con el control.

La concentración 2.5 x 10⁹cel g^-1 suelo del inoculante permitió la mayor probabilidad de infección y un mejor efecto en campo, ésta fue similar a las concentraciones que aplicaron Otsubo et al. (2013) y Pelegrin et al. (2009) en investigaciones sobre Phaseolus en climas tropicales como en Brasil; es así que se requirió una concentración similar para que el inoculante pueda tener un efecto en suelos pobres en materia orgánica como es el suelo de la costa sur peruana y con un clima subtropical árido.

Conclusiones

1. El tratamiento inoculado con una concentración de 2.5 x 10⁹ cel g^-1suelo generó el mayor número de nódulos totales con un promedio de 47.67 y una efectividad de 84.02%.

2. El tratamiento anteriormente mencionado produjo una mayor influencia en el rendimiento por hectárea, rendimiento por planta y número de vainas por planta, al mismo tiempo que no tuvo diferencia significativa al ser comparado con el testigo fertilizado.

Agradecimientos

Los autores agradecen al INPREX, a la Escuela de Biología-Microbiología de la Facultad de Ciencias de la Universidad Nacional Jorge Basadre Grohmann, a la Dra. Bertha Soriano Bernilla de la Universidad Nacional de Trujillo, quien proporcionó la cepa bacteriana que permitió iniciar esta investigación.

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Presentado: 15/05/2017
Aceptado: 13/10/2017